Frequently Asked Questions (FAQ) qPCR

Nachfolgend geben wir Antworten auf die wichtigsten Fragen rund um die quantitative PCR (qPCR), ergänzt durch weitergehende Informationen.

Wenden Sie sich bitte gleich an uns, falls Ihre Frage hier nicht beantwortet wurde. Auch für Ihre Kommentare oder Anmerkungen sind wir dankbar.

Obwohl jeder qPCR Assay individuell optimiert werden sollte (insbesondere die Primerkonzentration und Templatemenge), gibt es dennoch verschiedene Standardprotokolle, die den Einstieg in die quantitative PCR erleichtern.

Durch die Verwendung von ready-to-use Mastermixen (z.B. unsere primaQUANT Mixe) müssen Sie in den meisten Fällen nur noch ihre Primer und das cDNA Template zugeben. Wir haben für Sie einen qPCR Mastermix Calculator erstellt, mit dem Sie in wenigen Sekunden ihren qPCR Ansatz ausrechnen können.

Eine Übersicht über vorhandene Protokolle im 96-er und 384-er Format finden Sie hier.

Sowohl die Platten als auch die Folien können die Performance beeinflussen (Reiter 2008).
Weiße PCR-Platten (z.B. unsere primaPLATE SL-PP384-LC oder 4ti-0951) haben eine geringere Lichtstreuung damit eine etwas höhere Signalstärke als transparente Mikrotiterplatten. Sobald man sich im Grenzbereich bewegt (sehr schwach exprimiertes Target/ wenig Probenmaterial), sollte man daher weiße Platten bevorzugen.

Auch die verwendete Folie hat einen großen Einfluss auf die Gesamtperformance des Assays. Hier ist unbedingt darauf zu achten, optisch klare Folien zu verwenden. „Normale“PCR Folien sind nicht zu empfehlen, da Klebstoffreste und Transparenzunterschiede im Material zu Inhomogenität beim Auslesen führen.  QPCR Folien gibt es in mehreren Ausführungen – es wird zwischen durcksensitiven Folien, stark klebenden Folien und Heat-sealing Folien unterschieden.
Drucksensitive Folien (z.B. primaSEAL qPCR-2) werden durch starken Druck auf die Mikrotiteplatte geklebt, wohingegen stark klebende Folien (z.B. primaSEAL qPCR-1) sofort und ohne größeren Anpreßdruck die Platte sicher verschließen. Folien, die über Hitze auf die Platte aufgebracht werden bieten zwar die größte Dichtigkeit, man benötigt aber einen separaten Heat-Sealer. Da die Seals aber günstiger sind als Klebefolien, amortisiert sich dieser bei größerem Durchsatz schnell.

Reiter, M., & Pfaffl, M. W. (2008). Effects of Plate Position, Plate Type and Sealing Systems on Real-Time PCR Results. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 22(3), 824–828. https://doi.org/10.1080/13102818.2008.10817561

Eine Schmelzkurvenanalyse ist nur mit interkalierenden Farbstoffen, z.B. SYBRGreen oder EvaGreen möglich, nicht jedoch mit Sonden. Mit Hilfe der Schmelzkurve lassen sich die Spezifität einer SYBRGreen-qPCR bestimmen und eventuell auftretende Nebenprodukte detektieren. Es empfiehlt sich daher bei jeder qPCR dringend, eine Schmelzkurvenanalyse durchzuführen.

Zur Erzeugung der Schmelzkurve erhöht der qPCR-Cycler kontinuerlich die Temperatur und misst dabei gleichzeitig die Fluoreszenz. Diese fällt ab, sobald die Schmelztemperatur des während der qPCR hergestellten Amplikons überschritten wird.  Die Erklärung ist, dass beim Aufschmelzen des Produktes der interkalierte Fluoreszenzfarbstoff freigesetzt wird, wodurch es zum Abfall des Fluoreszenzsignals kommt.

Achtung: Bei einem Wechsel des Mastermixes kann sich der Peak einer Schmelzkurve leicht verschieben. Das ist aber kein Grund zur Besorgnis, sondern eher zu erwarten: Die Schmelztemperatur hängt auch von der Salzkonzentration des im Mastermix verwendeten Puffers ab und es ist ziemlich wahrscheinlich, dass sich unterschiedliche Produkte in diesem Punkt unterscheiden!

Hinweis: Normalerweise wird die Schmelzkurve nicht direkt als Fluoreszenzkurve dargestellt, sondern als Funktion der Änderung der Fluoreszenz. Eine große Änderung der Fluoreszenz wird dann als Peak dargestellt und bedeutet, dass in diesem Bereich die Amplikons denaturieren. Eine spezifische qPCR zeigt immer nur einen einzelnen Peak. Mehrere Peaks sind – Ausnahme Multiplex-Assay! – ein deutlicher Hinweis auf unerwünschte Nebenprodukte. Diese erschweren eine sauber Interpretation und können u.U. das Resultat komplett verfälschen und unbrauchbar machen.

Hinweis: Bei einem Probe-Assay ist die Erstellung einer Schmelzkurve nicht möglich, da dazu die Verwendung eines interkalierenden Farbstoffes wie z.B. SYBRgreen notwendig ist.

Anfangs wenig beachtet, sind microRNA (miRNA) und long non-coding RNA (lncRNA) wichtige Regulatoren der Genexpression und aktuell von höchstem Interesse. Die Expression von miRNA als auch lncRNA kann mittels qPCR genau quantifiziert werden (Lui 2013, Jiang 2014) – ähnlich zur normalen Bestimmung der Genexpression.

Um die Leistung der qPCR speziell für miRNA und lncRNA zu verbessern, haben wir den primaQUANT miRNA entwickelt. Die Verwendung ist einfach – nutzen Sie unseren Mastermix wie gewohnt – auch wenn das Template cDNA aus einer miRNA oder lncRNA ist.

Weitere Informationen finden Sie in den folgenden Publikationen:

Liu, S.-P., Yang, J.-X., Cao, D.-Y., & Shen, K. (2013). Identification of differentially expressed long non-coding RNAs in human ovarian cancer cells with different metastatic potentials. Cancer Biology & Medicine, 10(3), 138–141. https://doi.org/10.7497/j.issn.2095-3941.2013.03.003
Jiang, X.-Y., & Ning, Q.-L. (2014). Expression profiling of long noncoding RNAs and the dynamic changes of lncRNA-NR024118 and Cdkn1c in angiotensin II-treated cardiac fibroblasts. International Journal of Clinical and Experimental Pathology, 7(4), 1325–1336. Retrieved from http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24817929
Mou, G., Wang, K., Xu, D., & Zhou, G. (n.d.). Evaluation of Three RT-qPCR-Based miRNA Detection Methods Using Seven Rice miRNAs. https://doi.org/10.1271/bbb.130192
Wan, G., Lim, Q. E., & Too, H.-P. (2010). High-performance quantification of mature microRNAs by real-time RT-PCR using deoxyuridine-incorporated oligonucleotides and hemi-nested primers. RNA (New York, N.Y.), 16(7), 1436–1445. https://doi.org/10.1261/rna.2001610
Androvic, P., Valihrach, L., Elling, J., Sjoback, R., & Kubista, M. (2017). Two-tailed RT-qPCR: a novel method for highly accurate miRNA quantification. Nucleic Acids Research, 45(15). https://doi.org/10.1093/nar/gkx588

Ja, Sie können problemlos auf einen anderen qPCR Mastermix wechseln – sogar mitten in einem Projekt oder einem Experiment! Einzige Voraussetzung ist, dass sie vorher eine Normalisierung Ihrer qPCR durchgeführt haben, was sich aber ohnehin generell empfiehlt.

Wenn Sie folgende Regeln beachten, steht einem Wechsel des qPCR Mastermix nichts im Wege:

  • Lassen Sie ihre Negativ- und Positiv-Kontrollen parallel mit beiden Mastermixen laufen – nur so ist ein direkter Vergleich der Performance möglich
  • Schauen Sie sich die Fluoreszenzkurven an – gibt es Anzeichen auf eine PCR Inhibition?
  • Machen Sie cDNA Verdünnungsreihen, um sicherzustellen, ob die Dynamic Range identisch oder sogar besser ist
  • Überprüfen Sie, ob bei einem Wechsel des Mastermixes evt. Einstellungen an Ihrem Cycler geändert werden müssen

Weitere Informationen finden Sie unter Wie teste und optimiere ich eine qPCR? .

Entgegen einiger Mythen steht ein guter SYBRGreen Assay einer Hydrolysesonde (TaqMan) für die Genexpressionsanalyse in nichts nach (Tajadini 2014, Cao 2012, Arikawa 2008). Entscheidend sind hierfür die Auswahl geeigneter Primer, ein entsprechend optimierter qPCR Mastermix sowie qualitativ hochwertige, nicht-fragmentierte cDNA – das gilt aber auch für TaqMan® Sonden.

Hydrolysesonden (TaqMan) sind besonders geeignet für SNP-Genotyping, Splice-Variant Analysen und für die Detektion von Mutationen mittels qPCR.

SYBRGreen-basierte Assays eignen sich hingegen hervorragend für die Genexpression oder miRNA Expression – also für den Großteil der Nutzer – und ermöglichen zusätzliche Qualitätsparameter, wie eine Schmelzkurve.

Wussten Sie schon, dass Sie bei uns qPCR Mastermixe sowohl für SYBRGreen als auch Sonden erhalten?

Weitere Informationen finden Sie in den folgenden Publikationen:

Tajadini, M., Panjehpour, M., & Javanmard, S. H. (2014). Comparison of SYBR Green and TaqMan® methods in quantitative real-time polymerase chain reaction analysis of four adenosine receptor subtypes. Advanced Biomedical Research, 3, 85. https://doi.org/10.4103/2277-9175.127998

 

Cao, H., & Shockey, J. M. (2012). Comparison of TaqMan® and SYBR Green qPCR Methods for Quantitative Gene Expression in Tung Tree Tissues. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 60(50), 12296–12303. https://doi.org/10.1021/jf304690e

 

Arikawa, E., Sun, Y., Wang, J., Zhou, Q., Ning, B., Dial, S. L., … Yang, J. (2008). Cross-platform comparison of SYBR Green real-time PCR with TaqMan® PCR, microarrays and other gene expression measurement technologies evaluated in the MicroArray Quality Control (MAQC) study. BMC Genomics, 9, 328. https://doi.org/10.1186/1471-2164-9-328

SYBRGreen und EvaGreen sind interkalierende Farbstoffe, die sich hervorragend für qPCR eignen.

In einem gut optimierten Assay werden Sie keine Unterschiede der Genexpression zwischen beiden Farbstoffen bemerken. Für die „normale“ Genexpressionsbestimmung ist SYBRGreen vorzuziehen und bietet höchste Sensitivität.
Lediglich bei High-Resolution Melting Curve Analysis (HRM) bietet EvaGreen aufgrund von schmaleren Peaks gewisse Vorteile (Eischeid 2011).

Weitere Informationen zur Melting Curve Analysis:

Eischeid, A. C. (2011). SYTO dyes and EvaGreen outperform SYBR Green in real-time PCR. BMC Research Notes, 4, 263. https://doi.org/10.1186/1756-0500-4-263

Der Ct (Threshold Cycle) oder Cq (Quantification Cycle) -Wert wird in der qPCR als Maß für die Genexpression betrachtet und anhand der Fluoreszenzkurve bestimmt. Mit der sogenannten 2nd Derivative-Methode wird dabei die maximale Änderung der zweiten Ableitung der Fluoreszenzkurve bestimmt – also der Punkt, an welchem die Fluoreszenzänderung nicht mehr steigt – und damit die exponentielle Amplifikation beendet ist.

Den Zyklus, in dem dies der Fall ist, nennt man „Quantification Cycle (Cq)“.

Anmerkung: Die Berechnung des Cq-Wertes kann auch durch andere Methoden als die genannte erfolgen. Wichtig ist, dass für ein Experiment immer das gleiche Verfahren verwendet wird.

Eine Übersicht verschiedener Methoden finden Sie in dieser Publikation:

Ruijter, J. M., Zhao, S., Spiess, A. N., Boggy, G., Blom, J., Rutledge, R. G., … Vandesompele, J. (2013). Evaluation of qPCR curve analysis methods for reliable biomarker discovery: Bias, resolution, precision, and implications. Methods, 59(1), 32–46. https://doi.org/10.1016/J.YMETH.2012.08.011

Die Primerkonzentration hat einen maßgeblichen Einfluss auf die qPCR Performance und sollte daher in jedem Fall optimiert werden. Eine zu hohe oder zu niedrige Konzentration kann nachteiligen Einfluss auf die Berechnung des Cq Wertes haben und zudem die Bildung von Primer-Dimer begünstigen.

Im Normalfall kann man mit einer Primerkonzentration von 200-300 nM beginnen. Auf jeden Fall sollten dann in einem Testassay auch höhere und niedrigere Konzentrationen getestet werden, um das Optimum herauszufinden.

Mikeska, T., & Dobrovic, A. (2009). Validation of a primer optimisation matrix to improve the performance of reverse transcription – quantitative real-time PCR assays. BMC Research Notes, 2, 112. https://doi.org/10.1186/1756-0500-2-112

TaqMan® Sonden sind Hydrolysesonden, die für die Quantifizierung mittels qPCR genutzt werden.

Hydrolysesonden wiederum sind einzelsträngige DNA Oligos, die an einem Ende mit einem Fluorophor und am anderen Ende mit einem Quencher markiert sind. Der Quencher ist ein Molekül, das die Fluoreszenz des Fluorophors unterdrückt, solange beide in räumlicher Nähe sind. Sobald die Sonde an das Amplikon bindet und die Polymerase mit der Amplifikation beginnt, schneidet sie aufgrund ihrer Exonukleaseaktivität das Fluorophore und den Quencher ab. Dieser verliert dabei seine unterdrückende Wirkung. Da sich dieser Vorgang bei jedem Zyklus wiederholt, ist die Stärke des nach Anregung gemessenen Fluoreszenzsignals proportional zur Menge an amplifizierter DNA.

ROX (5-Carboxy-Rhodamin-X) ist ein Fluoreszenzfarbstoff, den manche qPCR-Maschinen als passiven Referenzfarbstoff verwenden. Die Idee dahinter ist, über die Messung eines passiven Signals Fluoreszenzunterschiede zwischen Wells herauszurechnen, die z.B. durch Materialinkonsistenzen oder ungenaues Pipettieren bedingt sind. Im Prinzip sollten Sie diese Normalisierungs-Option daher auch möglichst nutzen. Dabei ist zu beachten, ob ihr System ROX in niedriger (low ROX) oder hoher (high ROX) Konzentration benötigt.

Es besteht aber kein Grund zur Sorge, falls Ihr Cycler keine ROX-Option hat. Eine gut optimierte qPCR benötigt eigentlich keine zusätzliche Normalisierung durch einen passiven Farbstoff.

Welche qPCR Maschine ROX benötigt haben wir hier für Sie aufgelistet.

Die Robustheit, Sensititvität und Spezifität eines qPCR-Assays mit (Taqman) Sonden hängt stark von der Länge des Amplikons ab. Demgegenüber ist ein Assay mit SYBRGreen relativ unempfindlich gegenüber verschiedenen Amplikonlängen, wie aus Abbildung 1 ersichtlich.

Art des Assaysoptimale Amplikonlänge
TaqMan / Hydrolysesonden80 – 100 bp
Sondenbis 100 bp bp
SYBRGreen / EvaGreen120 – 200 bp

Abbildung 1a: Unterschiedliche Amplikonlängen innerhalb eines Assays sind zu vermeiden.

Mikeska, T., & Dobrovic, A. (2009). Validation of a primer optimisation matrix to improve the performance of reverse transcription – quantitative real-time PCR assays. BMC Research Notes, 2, 112. https://doi.org/10.1186/1756-0500-2-112

Abbildung 1b: Taqman und SYBRGreen qPCR-Assays benötigen unterschiedliche Amplikonlängen

Mikeska, T., & Dobrovic, A. (2009). Validation of a primer optimisation matrix to improve the performance of reverse transcription – quantitative real-time PCR assays. BMC Research Notes, 2, 112. https://doi.org/10.1186/1756-0500-2-112

Wie bei jedem molekularbiologischen Experiment ist es wichtig, die richtigen Kontrollen bei jedem Assay mitlaufen zu lassen. Bei einer qPCR sind, je nach Assayformat, folgende Kontrollen ratsam:

  • noRT – Sollte als Template eine reverse Transkription (RT) aus mRNA verwendet werden, so sollte bei der RT ein Sample ohne Enzym als noRT Kontrolle verwendet werden.
  • No Template Control (NTC) – Für jedes analysierte Gen sollte eine NTC eingeplant werden, in welcher Wasser anstelle von Template verwendet wird. Die NTC wird genutzt, um Kreuzkontaminationen zu erkennen und sollte bei keiner qPCR fehlen.
  • Referenzgene (früher Housekeeping Genes) – Um eine robuste Genexpressionsanalyse zu ermöglichen, sollten mehrere Referenzgene für jedes Sample eingeplant werden. Die Expression der Referenzgene sollte unabhängig von einem Treatment sein und dient daher als Referenzpunkt für die spätere relative Quantifizierung.
  • Alternative Positivkontrolle – Für absolute Quantifizierungen, für die keine Referenzgene genutzt werden, sollte eine alternative Positivkontrolle verwendet werden, die in jedem Fall ein vorher bekanntes Ergebnis bringt.

Die Frage nach den besten Referenzgenen sollte für jede Zellinie/Anwendung einmalig untersucht werden.
Alternativ gibt es „Klassiker“ unter den Referenzgenen, die sich in einer Vielzahl von Assays als stabile und robuste Kontrollen gezeigt haben.

Eine Übersicht bekannter Referenzgene finden Sie rechts, Sie können sich für weitere Details aber die folgenden Publikationen anschauen:

Ahrberg, C. D., & Neužil, P. (2015). Doubling Throughput of a Real-Time PCR. Scientific Reports, 5(1), 12595. https://doi.org/10.1038/srep12595

 

Gholami, K., Loh, S. Y., Salleh, N., Lam, S. K., & Hoe, S. Z. (2017). Selection of suitable endogenous reference genes for qPCR in kidney and hypothalamus of rats under testosterone influence. PLOS ONE, 12(6), e0176368. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0176368

 

Radonić, A., Thulke, S., Mackay, I. M., Landt, O., Siegert, W., & Nitsche, A. (2004). Guideline to reference gene selection for quantitative real-time PCR. Biochemical and Biophysical Research Communications, 313(4), 856–862. https://doi.org/10.1016/J.BBRC.2003.11.177

 

Kozera, B., & Rapacz, M. (2013). Reference genes in real-time PCR. Journal of Applied Genetics, 54(4), 391–406. https://doi.org/10.1007/s13353-013-0173-x

 

Gong, H., Sun, L., Chen, B., Han, Y., Pang, J., Wu, W., … Zhang, T. (2016). Evaluation of candidate reference genes for RT-qPCR studies in three metabolism related tissues of mice after caloric restriction. Scientific Reports, 6(1), 38513. https://doi.org/10.1038/srep38513
HGNC Symbol
GAPDH
PGK1
ACTB
HPRT
TUBA
HMBS
GUSB
RPL13A
YWHAZ
Β2M
TBP
PPIA
RPII
G6PDH
ALB

Je nach verwendetem Ready-to-use qPCR Mastermix benötigen Sie nur noch das Template, Forward- sowie Reverse-Primer und Wasser. Halten Sie sich dabei an das Herstellerprotokoll.

Um abzuschätzen, welche Mengen Sie für eine bestimmte Anzahl an Samples und Genen benötigen, haben wir für Sie den qPCR Calculator erstellt, der Ihnen diese Berechnung abnimmt.

 

Zum qPCR Calculator

Eine Effizienzbestimmung der Primer sollte für jedes analysierte Gen durchgeführt werden.

Dafür erstellt man eine cDNA-Verdünnungsreihe über 5-6 Zehnerpotenzen her und ermittelt die Cq-Werte für verschiedene Primerkonzentrationen. Aus der Steigung der erstellten Geraden lässt sich die Effizienz der jeweiligen Primerkonzentration ermitteln. Diese sollte zwischen 85 und 110 % liegen.

WIe bestimme ich die Primereffizienz?

Die Spezifität einer qPCR hängt im Wesentlichen ab von den Parametern:

  • Primerkonzentration
  • Annealing-Temperatur und Schmelztemperatur der Primer
  • Annealing-Zeit
  • Bildung von Primer-Dimer

Sollte Ihr qPCR-Assys nicht spezifisch genug sein, empfehlen sich folgende Maßnahmen:

  • Reduzieren Sie die Primerkonzentration

  • Erhöhen Sie die Annealingtemperatur – achten Sie dabei darauf, die Schmelztemperatur der Primer nicht zu übersteigen

  • Verkürzen Sie die Annealing-Zeit – durch diese stringentere Bedingungen werden“echte“ Primer begünstigt

  • Falls alles nichts hilft, müssen die Primer neu designed werden – Variation von Länge, Schmelztemperatur, Sequenz. Gradientencycler!

Zur Überprüfung der Spezifität können Sie nach der qPCR den Reaktionsmix einfach auf ein Agarosegel laden oder – sofern Sie mit SYBRGreen arbeiten – nach der qPCR eine Schmelzkurve erstellen lassen. Diese zeigt Ihnen sofort, ob ungewünschte Nebenprodukte gebildet wurden.

Für die Optimierung einer qPCR sind folgende Maßnahmen erfolgversprechend:

  • Check auf PCR Inhibitoren
  • Bestimmung der Primereffizienz
  • Bestimmung des Linear Dynamic Range (LDR)
  • Optimierung der Primerkonzentration
  • Optimierung der Templatemenge
  • Optimierung der verwendeten Cosnumables (Mikrotiterplatte, Folie)
  • Optimierung der Amplikongröße
  • Wechsel auf einen besser geeigneten qPCR Mastermix
Wie optimiere ich meine qPCR?

Nur ein sorgfältig validierter qPCR-Assay produziert verlässliche Ergebnisse!
Die MIQE Guidelines (Minimum Information for Publication of Quantitative Real-Time PCR Experiments, Bustin 2009) geben einen guten Überblick, welche Parameter es hierbei zu beachten gilt und anhand welcher Daten man die Performance einer qPCR bestimmen kann.

Wir haben für Sie dazu eine übersichtliche Guideline zusammengestellt – Wie ermittelt und vergleicht man die Performance eines qPCR-Assays?

Nachfolgend eine Checkliste der wichtigsten Faktoren:

  • Ist meine RNA-Qualität ausreichend? (FragmentAnalyzer, Bioanalyzer, NanoDrop Kurve)
  • Wie gut ist die Primereffizienz? (Verdünnungsreihe!)
  • Liegt mein Amplicon im Linear Dynamic Range des Assays? (Verdünnungsreihe über 5-6 Zehnerpotenzen)
  • Wie groß ist die Variabilität/Robustheit der Replikate? (Biologische Replikate)
  • Bilden sich Primer-Dimer oder andere Nebenprodukte? (Gel, Schmelzkurve)
Wie optimiert man eine qPCR ? (Guide)

Typischerweise werden bei einer qPCR zwischen 1 und 10 ng Template pro Reaktion eingesetzt. Wieviel Template man für ein spezifische qPCR braucht, hängt von vielen Faktoren ab. Je nach Art und Weise der reversen Transkription kann zu viel Template die auch qPCR inhibieren. Am Anfang einer qPCR Optimierung sollte daher immer eine Template-Verdünnungsreihe über 5 bis 6 Potenzen (z.B. 0.001 ng, 0.01 ng, 0.1 ng, 1 ng, 10 ng)  stehen – nur so kann man bestimmen, welche Menge an Template optimal ist.

Mit Hilfe der Verdünnunsgreihe lassen sich folgende Parameter bestimmen:

  • Effizienz der Primer
  • qPCR Inhibition durch Template
  • Liegt meine Templatemenge im linearen Bereich der qPCR?

Hat man diese Parameter bestimmt, wählt man eine Templatemenge, die sich im linearen Bereich befindet.

ROX (5-Carboxy-Rhodamin-X) ist ein Fluoreszenzfarbstoff, welcher bei bestimmten qPCR Maschinen als passiver Referenzfarbstoff zugegeben werden kann.

Die Idee dahinter ist, Fluoreszenzunterschiede zwischen Wells, z.B. durch unterschiedliche Volumina, über die Messung eines passiven Signals herausrechnen zu können. Sollte Ihre qPCR Maschine nicht mit ROX umgehen können ist das kein Grund zur Sorge – eine gut optimierte qPCR benötigt keine extra Normalisierung durch einen passiven Farbstoff. Möchten Sie ROX nutzen, so achten Sie darauf, ob Ihre qPCR ROX in niedriger (low ROX) oder hoher (high ROX) Konzentration benötigt.

Welche qPCR Maschine ROX benötigt haben wir hier für Sie aufgelistet.

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Jan Winter

Product Manager Genomics

PCR, qPCR, Magnetic Beads & CRISPR/Cas9

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